Protocolos para el trabajo de coleopterofauna edáfica
Soil coleopteran fauna sampling protocol
María P. Campos-Soldini, Luciana D. Zapata y Milagros D. Díaz
Fecha de recepción: 01/03/2025
Fecha de aceptación: 07/05/2025
Introducción
El suelo ofrece un espacio con gran complejidad de microhábitats que varía
conforme se combinan sus elementos, como la materia orgánica disponible, el relieve, la
biota relacionada (especialmente la vegetación) y las condiciones climáticas bajo las cuales
se desarrolló. Dentro de los animales que habitan estos espacios se encuentran los
artrópodos, los cuales se destacan por ser un grupo muy vasto. La diversidad de artrópodos
en el suelo funciona como una eficiente maquinaria que tritura y aumenta
progresivamente la superficie orgánica disponible. Además, favorecen el proceso de
descomposición, remueven partículas y aportan materiales que ligan y facilitan su
estructuración. Su vinculación en la red trófica garantiza el aporte de nutrientes necesarios
para las plantas presentes en una huerta.
A la fauna edáfica se le considera un grupo muy importante en la formación del suelo
y en su fertilidad, debido a que presenta una gama muy amplia de hábitos alimenticios
(Ponge, 1999). Mientras se alimentan, airean y mezclan el suelo, regulando así las poblacio-
Laboratorio de Entomología. CICYTTP (CONICET-Prov. ER-UADER) Entre Ríos, Argentina. Cátedra de
Sistemática Animal I, Licenciatura en Biología (FCyT-UADER).
Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria (INTA). Agencia de Extensión Rural Diamante. CP: 3105,
Entre Ríos, Argentina.
Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria (INTA). Agencia de Extensión Rural Diamante. CP: 3105,
Entre Ríos, Argentina.
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nes de microorganismos edáficos; también resultan ser excelentes indicadores de la ca-
lidad del suelo (Lavèlle et al. 1981; Petersen y Luxton 1982; Dindal 1990; Irmler 2000). Es
por ello, que su presencia/abundancia/ausencia nos sirven como indicador ecológico, lo
que resulta de utilidad para evaluar las condiciones del uso que le damos a la tierra o del
tipo de práctica de cultivos realizados. En particular, la coleopterofauna es de gran interés
debido su alto potencial como bioindicador del cambio y degradación del ambiente
(Barbosa y Marquet 2002): por su adaptación a una amplia variedad de ambientes debido
a su variedad estructural, por su rol como recicladores de la materia orgánica, mientras
que otros favorecen a la polinización (Ciesla, 2011) y pueden formar parte de la
alimentación base de una extensa cantidad de seres vivos en las cadenas tróficas (Haskell
2000; Hunter 2002).
Para realizar monitoreo de los artrópodos en general y de su coleopterofauna en par-
ticular es necesario seguir una serie de lineamientos que nos permita garantizar que la re-
colección de las muestras se realice de manera uniforme, minimizando el sesgo y
permitiendo la comparación de resultados entre diferentes momentos. Las huertas de
nuestra región se ven afectadas en su productividad debido al mal uso del suelo. Es por
ello que el Laboratorio de Entomología junto a la Agencia de Extensión Rural del INTA
Diamante tie-nen como actividad dar soporte técnico y científico a los productores de la
zona, brindar asistencia técnica y fundamento científico a los productores de la zona,
mediante la identi-ficación taxonómica de insectos y otros artrópodos que se encuentran
en los diferentes es-tratos de una huerta.
En la mayoría de los casos, el proceso de identificación de un ejemplar es complejo,
y el éxito del resultado va a depender en gran medida de la calidad de la muestra que va a
ser analizada. Por lo tanto, el muestreo, la colecta, la conservación de las muestras, el
transporte y el envío al laboratorio deben de realizarse de manera correcta.
A continuación, se presenta el protocolo a seguir para la colecta de la coleopterofau-
na edáfica en la huerta peri-urbana “Bell-grano” ubicada en el barrio Belgrano (Diamante),
en una huerta urbana de la ciudad de Diamante, y en una huerta comunitaria ubicada en
la ciudad de Valle María del Departamento Diamante (Entre Ríos).
1. Protocolo de colecta y conservación de muestras de la coleopterofauna edáfica
Seguidamente se listan algunos lineamientos a tener en cuenta en el trabajo a campo
con coleópteros edáficos en una huerta hortícola.
Notas
María P. Campos Solidini et al., Protocolo para el trabajo de coleopterofauna edáfica
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1.1. Tipo de muestreo
Para la selección adecuada del tipo de muestreo, es importante considerar el
objetivo, el tiempo y los recursos disponibles, en este caso los muestreos tienen por
objetivo la verificación de la coleopterofauna edáfica para su posterior identificación. Para
ello se seguirá uno de los tipos de muestreos utilizados conocido como Muestreos dirigidos
en zigzag. Su puesta en práctica consiste en dibujar un zigzag imaginario (Figura 1) en el
área de muestreo, en cuyos puntos de unión se realizarán los muestreos empleando
diferentes técnicas que se detallan a continuación.
Figura 1. Muestreo dirigido en zigzag
La línea recta indica el trayecto de 100 m. La separación del zigzag entre sí es de 10 m.
1.2. Material necesario
Guantes.
Pinzas de punta fina.
Pincel (n° 2 o similar).
Recipiente de plástico de (500 ml, 12 cmm de alto y 10 cm de diámetro).
Plancha de tergopol para utilizar como techo de la trama y así evitar el ingreso
de vertebrados pequeños.
Frascos de vidrio a tapa rosca para transportar muestras (15 a 60 ml), tubos de
plástico de 5 ml.
Pala de punta para colectar terrón de suelo.
Bandejas plásticas.
Baldes de plástico.
Lupa manual.
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Colador.
Papel toalla.
Zaranda para el muestreo de hojarasca.
Aspirador manual para la colecta de ejemplares pequeños.
Bolsas ziplok de 1 litro de capacidad.
Tela blanca de 1×1 m.
Agua corriente de red.
Detergente.
Alcohol al 70° para la conservación del material colectado.
Libreta de campo, lápiz de grafito.
Etiquetas para rotulación.
Cajas para transportar los frascos.
Cajas entomológicas.
Camas entomológicas.
Alfileres entomológicos.
Cámara de fotos.
1.3. Técnicas de muestreo
Más allá de los desencuentros que suscita el encuadre de las hoy denominadas
“energías renovables” (que se suelen evitar al referirlas como “energía no convencionales”
o “energías limpias”), a los efectos de este trabajo, el término remite a tres variables de
generación energética de baja escala que –obviamente sin ser las únicas- aquí se proponen
para superar el déficit energético de la población rural de la provincia de Entre Ríos: (a) a
la transformación de la radiación solar en energía eléctrica mediante el uso de paneles fo-
tovoltaicos; (b) a la transformación de la energía cinética de los vientos en electricidad
mediante la utilización de molinos o aerogeneradores; por último, (c) a la transformación
de la energía cinética de las corrientes de ríos y arroyos en electricidad mediante el uso de
turbinas hidráulicas flotantes.
La colecta de artrópodos requiere aplicar una amplia variedad de técnicas debido al
gran número de especies y diversidad de hábitos. La mayoría de las técnicas empleadas
responden a objetivos específicos de cada tipo de estudio; sin embargo, pueden ser
divididas de manera muy general en técnicas de colectas directas (activas) e indirectas
Notas
María P. Campos Solidini et al., Protocolo para el trabajo de coleopterofauna edáfica
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(pasivas). El procedimiento que se tendrá en cuenta para la colecta de la coleopterofauna
edáfica de
ambas huertas serán las propuestas por Steyskal et al. (1986).
1.3.1. Colecta Activa
(A) Muestreo de hojarasca y suelo. Se seguirá la metodología de Márquez Luna
(2005), la cual emplea un cernidor que permite retener las partículas grandes, dejando
pasar partículas pequeñas y coleópteros pequeños a la parte baja, donde pueden ser vistos
y colectados con mayor facilidad, mientras que los coleópteros medianos y grandes quedan
por encima de éste y expuestos (Figura 2). En esta metodología se emplean generalmente
palas de jardinero para depositar el sustrato en el cernidor; también se pueden emplear
aspiradores para colectar los ejemplares pequeños sin dañarlos, o pinzas para colectar
ejemplares medianos.
Figura 2. Muestreo de hojarasca
Elementos que se pueden emplear para la colecta manual en suelos: aspirados, pinzas, o pinceles.
1.3.2. Colecta Pasiva
(B) Trampas de caída (Pitfall). Este tipo de trampa (Figura 3) tiene como objetivo la
recolección de artrópodos (insectos en general, coleópteros, arácnidos, milpies, cienpies,
etc.) que se desplazan sobre la superficie del suelo, es por ello que los bordes del recipiente
superior deben quedar a nivel del suelo. El techito evita que el líquido rebalse en caso de
lluvia, y de esta manera que se escapen los individuos (González-Oblando et al., 2011).
Para recolectar los coleópteros de las trampas deben seguirse los siguientes pasos:
i. Retirar el techo.
ii. Levantar con cuidado el recipiente para evitar que se desparrame su
contenido.
iii. El contenido deberá verterlo en un frasco vacío. Agregar un poco de alcohol
puro para una mejor conservación de la muestra.
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iv. Rotular el frasco con una etiqueta de papel, escrita con lápiz con los
siguientes datos:
Tipo de trampa: Pitfall
Fecha:
Nombre del establecimiento:
Localidad:
Observaciones: (cualquier cosa que pueda ser relevante, si llovió, o se
perdió parte de la muestra por alguna razón, etc.).
v. Cerrar el frasco, llevar a laboratorio y conservar en heladera hasta ser
procesado.
vi. Para volver a armar la trampa: El recipiente deberá llenarlo por la mitad con
agua y 4 gotitas de detergente.
vii. Una vez lleno colocar en el suelo teniendo en cuenta que los bordes del
recipiente superior deben quedar a nivel del suelo.
viii. Por último, deberá colocar el techo.
Figura 3. Trampa de caída o Pitfall
2. Protocolo de conservación de las muestras de coleópteros
Los coleópteros deben tener un tratamiento adecuado, ya que de esto depende el
éxito de la jornada laboral. Cuando se descuidan las muestras no solo se pierde tiempo de
trabajo y dinero, sino que incurre en el sacrificio innecesario y a la dificultad de determinar
los ejemplares correctamente debido a la falta de estructuras necesarias para su correcta
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identificación. Para ello se recomienda el transporte del material obtenido de dos maneras
diferentes.
En seco: el ejemplar debe sacrificarse en un frasco que es llamado “cámara letal”. Esta
cámara está hecha de un frasco de vidrio con tapa hermética en la cual se introduce una
bola de algodón embebida con alcohol al 95°; se corta un círculo del diámetro del frasco
de papel secante y se introduce dentro del frasco y se coloca por encima de la bola de al-
godón. El ejemplar colectado se coloca dentro del frasco, allí aspira el vapor alcohólico y
muere. Luego se pasa a una cama entomológica (manteniendo el etiquetado) para
transportarlo al laboratorio donde será debidamente montado y etiquetado. Esta forma de
sacrificio y transporte se utiliza para aquellos ejemplares con colores característicos.
En líquido: se introduce el ejemplar directamente dentro de un frasco de vidrio con
alcohol preferiblemente al 80%. Esta forma de transporte se utiliza en ejemplares de
cuerpo blando o delicado.
Consideraciones finales
Para evitar confusiones, es importante saber de qué lugar proviene cada muestra
colectada, por esa razón es necesario hacer etiquetas en papel y escribir con lápiz de
grafito datos como:
Lugar de colecta:
Coordenadas, si es necesario:
Fecha de colecta:
Método de captura:
Nombre del colector/es:
3. Protocolo para trabajar en el laboratorio para el manejo de muestras de
coleópteros edáficos
3.1. Equipamiento de trabajo mínimo requerido
A continuación, se listan algunos materiales básicos a tener en cuenta en el trabajo
de laboratorio con coleópteros en las huertas hortícolas:
Alcohol al 80%.
Alfileres entomológicos.
Papel absorbente.
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Bandejas plásticas.
Cajas de Petri.
Cajas entomológicas.
Lupa binocular estereoscópica.
Pinceles.
Pinzas de punta fina (blandas y duras).
Viales de vidrio de diferentes tamaños.
Cartulina para realizar las tarjetas con los datos que irán colocados debajo de
ejemplar montado.
3.2. Procesamiento de las muestras
Para la identificación de los ejemplares colectados se empleará el uso de claves
dicotómicas que describen y esquematizan las partes de los animales y llegan a una
identificación tentativa dependiendo de las características que presente el ejemplar.
Se recomienda que, para la identificación de ejemplares, el investigador cuente con
cierta experiencia y entrenamiento en el reconocimiento del grupo en estudio y contar con
la colaboración de especialistas para tener facilidad de las identificaciones realizadas.
3.3. Etiquetado y conservación de las muestras
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Los ejemplares colectados se recomiendan montarlos lo más pronto posible para
evitar que sus estructuras se endurezcan y se rompan al manipularse. El montaje se debe
realizar con alfileres entomológicos (Figura 4) de diferentes números (dependiendo del
tamaño y dureza de los ejemplares).
Figura 4. Colocación del alfiler en un coleóptero. Imagen de la autora (© Campos-Soldini) obtenida en la
colección entomológica privada de Barriga-Tuñón, Chile
En el caso de ejemplares muy pequeños se debe realizar un doble montaje (Figura
5), se pega la punta del triángulo justo debajo del meso y meta tórax.
Figura 5. Ejemplo de doble montaje de un coleóptero colección entomológica del Museo de La Plata.
(© Campos-Soldini).
Los ejemplares montados en los alfileres deben ser almacenados en cajas
entomológicas (Figura 6) debidamente acondicionadas (en lo posible herméticas y de
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medidas estándares) para posteriormente ser guardadas en contenedores o armarios
existentes en un museo especializado.
Figura 6. Cajas entomológicas de coleópteros preservados en el museo de Alemania. Gentileza Zoologische
Staatssammlung München (M. Raupach).
Para los ejemplares que van a permanecer en alcohol, se recomienda etiquetar el vial
de forma definitiva y organizarlos en cajas de cartón especiales para colecciones en alcohol
debidamente rotuladas.
Bibliografía citada
Barbosa, O. y P. A. “Marquet, 2002. Effects of forest fragmentation on the beetle
assemblage at the relict forest of Fray Jorge, Chile” (pp- 296-306). Oecologia 132.
Ciesla, W., 2011. Forest insect management in forest entomology: A global perspective.
Editorial Wiley-Blackwell. Chichester, 400 pp.
Dindal, D. L., 1990. Soil biology guide. Ed. John Wiley Sons, New York, 1.349 pp.
González-Oblando R.; Montoya-Lerma J.; Ulloa-Chacón P. y M. C. Zuñiga, 2011.
Protocolos para la obtención de datos de insectos. Departamento de Biología,
Facultad de Ciencias Naturales y Exactas, Universidad del Valle, Cali, Colombia, 218
pp.
Notas
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Haskell, D., 2000. “Effects of forest roads on macroinvertebrate soil fauna of the
southern Appalachian Mountains” (pp. 57-63). Conservation Biology 14 (1).
Hunter, M. D., 2002. “Landscape structure, habitat fragmentation, and the ecology
of insects” (pp. 159-166). Agricultural and Forest Entomology 4 (3).
Irmler, U., 2000. “Changes in the fauna and its contribution to mass loss and N
release during leaf litter decomposition in two deciduous forest” (pp. 105-118).
Pedobiologia 44.
Lavèlle, P., E. Maury y V. Serrano, 1981. “Estudio cuantitativo de la fauna del suelo
en la región de la Laguna Verde, Veracruz. Época de lluvias”. In: Estudios Ecológicos
en el Trópico Mexicano. P. Reyes Ed. Inst. de Ecología A. C. México. 105 pp.
Petersen, H. y M. Luxton, 1982. “A comparative analysis of soil fauna populations
and their role in decomposition processes” (pp. 287-388), Oikos 39.
Ponge, J. F., 1999. “Interaction between soil fauna and their environment” (pp. 45-
76). In: Ecological studies in forest soils, Eds. N. Nastin and J. Baumus. Research
Singpost, India.
Cita: Campos-Soldini, M. P.; Zapata, L. D. y M. D. Díaz, 2025. “Protocolos para el trabajo de
coleopterofauna edáfica” (pp. 86-96), @rchivos de Ciencia y Tecnología Nº 6, FCyT-UADER, Oro Verde.
