Protocolo de recolección y conservación entomológica forense en
experiencias con Sus Scrofa (Linnaeus)
Protocol for the collection and preservation of forensic entomological samples in experiences with Sus Scrofa
(Linnaeus)
Denise A. Thomas, Mario Bordi y María P. Campos Soldini
Fecha de recepción: 29/09/2025
Fecha de aceptación: 01/11/2025
Introducción
La importancia de los protocolos entomológicos forenses radica en su lineamiento
de estandarizar y asegurar la calidad de recolectar, preservar y analizar insectos para la de-
terminación del tiempo transcurrido desde la muerte (intervalo post-mortem) y el lugar
de deceso, siendo crucial para obtener evidencia científica confiable y generar
conocimientos sobre la biodiversidad y las dinámicas poblacionales de insectos. Un
protocolo efectivo garantiza la recolección correcta de muestras vivas y muertas, la
documentación detallada de la escena y los hallazgos, a la vez que permite al profesional
reconstruir los hechos de forma precisa. El uso de evidencias entomológicas es cada vez
más frecuente; más concretamente, la utilización de insectos y artrópodos en general
como elementos de investigación se encuentra justificada por diversas razones (Catts y
Goff, 1992; Byrd y Castner, 2001). Entre ellas podemos destacar que son estos organismos
los primeros en descubrir un cadáver, incluso si se lo ha intentado esconder. Por ejemplo,
los dípteros son capaces de localizar un cadáver tan solo unos minutos después del
descenso, o incluso antes (Amendt et al., 2004; Greenberg y Kunich, 2002) y, por otro lado,
los artrópodos aparecen en el cuer-po en descomposición en una secuencia temporal
Laboratorio de Entomología. CICYTTP (CONICET-Prov. ER-UADER) Entre Ríos, Argentina. Cátedra de
Sistemática Animal I, Licenciatura en Biología (FCyT-UADER). Contacto: mariapaulacampos@gmailcom
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determinada y por lo tanto predecible, aunque es variable en función de la región
geográfica y la época del año. De esta manera, se puede obtener conclusiones significativas
desde el punto de vista forense, a partir de datos relativos de colonización sucesiva de un
cadáver, o identificando el estado de desarrollo de los insectos colectados en un cadáver o
en relación a él (Arnaldos et al., 2001). Para que pueda ser utilizada con todo el rigor
necesario, la entomología forense debe recu-rrir a los procedimientos de toma de muestras
y su tratamiento lo más riguroso posible. Se han descrito diversos protocolos de actuación:
Catts y Haskell (1991), Catts y Goff (1992), Arnaldos et al. (2001), Byrd y Castner (2001),
Greenberg y Kunich (2002), Amendt et al. (2004). Se estima aconsejable unificar, de modo
sencillo, completo y adecuado, el conjunto de procedimientos a seguir en el orden más
conveniente para la adecuada recolección y conservación de muestras entomológicas, de
modo que se convierta en un protocolo a se-guir en la rutina forense. Es por ello que
proponemos un protocolo de colecta y conservación de muestras entomológicas para
biomodelos colocados en dos ambientes diferentes: (1) en la tierra, (2) a orillas de un curso
de agua.
Protocolo de recolección y conservación de muestras entomológicas
Materiales necesarios para la recolección, manipulación y conservación del material
entomológico (véase la Figura 1).
Trabajo a campo y laboratorio
1) Guantes de cuero/lona y nitrilo.
2) Pinzas de punta fina.
3) Pincel (número 2 o similar).
4) Trampas adhesivas o, en su defecto, tiras adhesivas para insectos.
5) Red entomológica.
6) Trampas Pit- fall.
7) Anticongelante al 10% o mezcla detergente.
8) Jaulas de madera y alambre romboidal.
9) Estacas para fijar las trampas al suelo.
10) Pinzas y alicates para el alambre.
11) Recipientes tipo frasco para análisis, 15 de 60 ml. en plástico, 20 de 25 ml. en vidrio,
tubos de plástico de 5 ml.
12) Tubos eppendorf.
Notas
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13) Bolsas herméticas de un litro de capacidad.
14) Recipiente con alcohol etílico 70%.
15) Recipientes con tapas adaptadas de 125 ml para las crías de larvas.
16) Recipiente térmico con agua caliente entre 80ºC- 90ºC.
17) Pala o azada para recogida de muestras de suelo y hojarasca.
18) Papel blanco para etiquetas.
19) Lápiz de grafito.
20) Espátulas.
21) Termómetros de punción y ambiental.
22) Cajas entomológicas.
23) Camas entomológicas.
24) Elementos de bioseguridad personal.
25) Calibre vernier.
26) Papel tissue para limpieza del equipo.
27) Trozos de tela tipo voile de 15x15 cm para cultivos.
Figura 1. A) Equipo comercial para la recolección de evidencia entomológica, marca Evident. B) Lupa estereoscópica.
C) Kit de pinzas para entomología. D) Elementos de bioseguridad personal: overol Tyvek, guantes de nitrilo (celeste),
látex (blanco), antiparras y barbijo. E) Redes de uso entomológico. F) Frascos tapa rosca para preservar material. G)
Termohigrómetro ambiental digital. Dial analógico del termómetro de punción. Linterna de vincha (mantiene la
manos libres para la manipulación de los elementos de recogida durante la noche) y elementos de medición estándar
(cinta métrica y calibre tipo Vernier).
A B C
D E F G
1. Toma de muestras
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En la Tabla 1 se resumen las diferentes etapas, frecuencias, duraciones, métodos de
colecta, preservación y cría de los ejemplares observados.
Tabla 1. Toma de muestras de insectos (modificado de Armani et al., 2015)
Etapa del muestreo
Frecuencia
de colecta
Duración
Método de
colecta
Preservación/cría
Días 1-4
2 veces por día
4 días
De forma
manual,
utilizando
cucharas, pinzas,
red entomológi-
ca, trampas de
caída
Huevos: parte en alcohol 70%, parte vivos
Larvas, prepupas y pupas: parte criadas hasta
adultos, parte fijadas en agua caliente (80-90ºC) y
luego en alcohol 70%
Voladores: red entomológica
No voladores: trampas de caída, frascos mortíferos
Días 5-11
1 vez por dia
7 días
De forma
manual,
utilizando
cucharas, pinzas,
red
entomológica,
trampas de caída
Huevos: parte en alcohol 70%, parte vivo
Larvas, prepupas y pupas: parte criadas hasta
adultos, parte fijadas en agua caliente (80-90 ºC) y
luego en alcohol 70%
Voladores: red entomológica
No voladores: trampas de caída, frascos mortíferos
Días 12-18
día por medio
7 días
De forma
manual,
utilizando
cucharas, pinzas,
red
entomológica,
trampas de caída
Huevos: parte en alcohol 70%, parte vivos
Larvas, prepupas y pupas: parte criadas hasta
adultos, parte fijadas en agua caliente (70-80 ºC) y
luego en alcohol 70%
Voladores: red entomológica
No voladores: trampas de caída, frascos mortíferos
Días 19-33
2 veces por
semana
15 días
De forma
manual,
utilizando
cucharas, pinzas,
red
entomológica,
trampas de caída
Huevos: parte en alcohol 70%, parte vivos
Larvas, prepupas y pupas: parte criadas hasta
adultos, parte fijadas en agua caliente (70-80 ºC) y
luego en alcohol 70%
Voladores: red entomológica
No voladores: trampas de caída, frascos mortíferos
Hasta la
esqueleticación
1 vez por mes
según
duración del
proceso
(puede
superar un
mes)
de forma manual,
utilizando
cucharas, pinzas,
red
entomológica,
trampas de caída
Huevos: parte en alcohol 70%, parte vivos.
Larvas, prepupas y pupas: parte criadas hasta
adultos, parte fijadas en agua caliente (70-80 ºC) y
luego en alcohol 70%
Voladores: red entomológica
No voladores: trampas de caída, frascos mortíferos
Observaciones
Períodos de colecta de 15 minutos.
Cada muestra debe rotularse con fecha, hora de recolección y fase de descomposición antes de ser trasladada
al laboratorio.
2. Registros de parámetros ambientales
Cuerpo sobre el suelo:
Notas
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1) Temperatura del suelo en la superficie.
2) Temperatura bajo el cadáver: introducir el termómetro entre el cadáver y la
superficie del suelo.
3) Temperatura rectal del biomodelo.
4) Temperatura de la masa de larvas: insertar un termómetro de punción en la región
donde se visualicen la mayor cantidad de larvas.
5) Humedad y temperatura de la escena: se registrará la temperatura y la humedad
relativa proporcionadas por la estación meteorológica del INTA.
Cuerpo a orilla del curso de agua:
1) La temperatura ambiente hasta 1 metro sobre la superficie, siempre en las
proximidades del cuerpo.
2) Temperatura del agua y la superficie de tierra.
3) Temperatura bajo el cadáver: introducir el termómetro entre el cadáver y la
superficie del agua y la tierra.
4) Temperatura de la zona de contacto cuerpo-superficie, deslizando la sonda entre el
cuerpo y la superficie del sustrato.
5) Temperatura de la masa de larvas: insertar un termómetro de punción en la región
donde se visualicen la mayor cantidad de larvas.
Una vez realizada las anotaciones ambientales necesarias del escenario forense, si es
posible, se debe fotografiar su entorno. Es recomendable estimar la duración de la expo-
sición del cadáver a la luz solar directa en ambos ambientes. Para ello se debe observar el
entorno vegetal (si lo hay).
3. Muestras de insectos sobre la superficie terrestre y a orillas de curso de agua:
pasos a seguir
Tabla 2. Pasos para la toma de muestra de insectos alrededor del cuerpo
Acción a realizar
Observaciones
Observar y registrar la actividad de insectos
Presencia en restos y alrededores inmediatos
Localizar zonas de mayor actividad
Regiones del cuerpo y áreas circundantes (3 a 6 cm)
Reconocer y registrar estados de desarrollo
Huevos, larvas (gusanos), pupas (marrón oscuro),
puparios/adultos o restos
Registrar insectos predadores
Ejemplo: himenópteros (avispas)
Señalar posición exacta del cuerpo
Orientación, extremidades, cabeza, rostro.
Registrar contacto del cuerpo con el suelo y exposición
Identificar partes en contacto con el suelo, expuestas al sol
o a la sombra
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Documentar visualmente
Fotografías y videos.
4. Muestras de insectos recolectadas sobre y dentro del cuerpo, tanto en
ambiente terrestre como en las orillas de un curso de agua
Se recolectarán huevos, larvas, prepupas, pupas, exuvias y adultos localizados sobre
el cadáver en un área perimetral de 50 cm (Aballay et al., 2011). Se debe colectar solo los
ejemplares que se vean con facilidad y ser cuidadosos con la manipulación para evitar
cualquier lesión que, inadvertidamente, pueda causarse al cuerpo. Hay que hacer mención
a ciertas regiones del cuerpo en que los insectos tienden a concentrarse o mostrar mayor
actividad, por ejemplo, orificios nasales, orejas, ojos, zonas de traumatismo, entre otros.
Básicamente podemos encontrar tres tipos de evidencias entomológicas: insectos
voladores, insectos no voladores, estados preimaginales (huevos, larvas, pupas) y otros
artrópodos. En la tabla 3 se lista una serie de pasos para el muestreo de insectos sobre el
cuerpo.
En todas las muestras colectadas se deben indicar: número de muestra, nombre
colector, lugar del cuerpo donde fue colectada, fecha, hora, lugar o localidad, provincia,
nú-mero de causa, expediente o actuación policial.
Tabla 3. Pasos para la toma de muestra de insectos sobre el cuerpo
Toma de muestra (campo/ sobre el cuerpo)
Tipo de muestra
Recolección
Procedimiento
Embalaje
Insectos adultos (moscas)
Sobre el cadáver, con red
entomológica o bolsa plástica
Introducir el frasco
denominado matador con
acetato de etilo o acetona
(quitaesmalte). Mantener
aprox. 15 minutos hasta la
muerte.
Trasladar a sobres de papel o
frascos tapados libres de
humedad y rotular.
Insectos adultos
(coleópteros)
Con pinzas entomológicas o a
mano con guantes de látex
Colocar en frascos de vidrio o
plástico herméti-cos con
alcohol al 70%
Doble rótulo (interno y
externo), escrito con lápiz o
fibra indeleble que se
introduce en el frasco; y otro
tipo adhesivo que se pega al
exterior del recipiente.
Huevos
Con pincel o cuchara.
Colocar en tubo eppendorf o
vial pequeño con papel
húmedo para evitar
deshidratación durante el
traslado
Rotular.
Insectos inmaduros (larvas,
prepupas y pupas)
Con pinzas, espátula o cuchara
con guantes de látex, evitando
la ruptura de las muestras.
Colocar en agua caliente (80–
90 ºC) por 5 min, luego pasar a
frascos con alcohol 70%. Y
parte criadas hasta adultos.
(Ver procedimiento de cría).
Doble rótulo (interno y
externo), escrito con lápiz o
fibra indeleble que se
introduce en el frasco; y otro
tipo adhesivo que se pega al
exterior del recipiente.
Notas
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5. Metodología de levantamiento, conservación y cría de muestras
La metodología se resume en la Tabla 4.
Tabla 4. Metodología de levantamiento, conservación y cría de muestras
Estadíos
Recolección
Conservación
HUEVOS
___________
Con pinzas. Colocar en un trozo de carne (5 x 5 x 1 cm
aprox.). Envolver el trozo en sobres de papel metali-zado
dejando entreabierta una de las caras. Colocar en un
recipiente plástico con 5 cm de tierra. Cubrir con tela
voile y sujetar al recipiente con doble banda elástica.
Posteriormente llevar a cámara
de cría hasta la emergencia del
adulto.
PUPAS Y LARVAS
___________
Con pinza entomológica o espátula usando guantes de
látex y evitando la ruptura de la muestra. Colocar en un
recipiente y verter agua caliente. Dejar la muestra en el
recipiente por 10 minutos.
Trasladar la muestra a frascos
de vidrio o plástico herméticos
con alcohol 70%. Realizar
doble rótulo, uno con papel
vegetal escrito con lápiz que se
introduce en el frasco y otro
(tipo adhesivo) que se pega al
exterior del recipiente.
Dípteros
Larvas
Colocar en un trozo de carne (5 x 5 x 1 cm
aprox.). Envolver el trozo en sobres de
papel metalizado dejando entreabierta una
de las caras. Colocar en un recipiente
plástico con 5 cm de tierra. Cubrir con tela
voile y sujetar al re-cipiente con doble
banda elástica.
Posteriormente llevar a cámara
de cría hasta la emergencia del
adulto.
Pupas
Colocar en un recipiente plástico con 5 cm
de tierra. Cubrir con tela voile y sujetar al
recipiente con doble banda elástica.
Coleópteros
Larvas y
pupas
Colocar larvas y pupas destinadas a la cría
en laboratorio dentro de un recipiente
plástico con tierra húmeda o sustrato del
sitio. Sobre este se dispondrá una capa de
pequeños trozos de gasa, seguida de carne
de pollo y una capa de hojarasca del
entorno, cubriendo finalmente con voile.
La manipulación de las muestras se
realizará con pinzas entomológicas o
manualmente, utilizando guantes de látex
y procurando no dañarlas.
Trasladar la muestra a frascos
herméticos de vidrio o plástico
con alcohol 70%.
ADULTOS
Dípteros
Sobre el cadáver con red entomológica. Introducir los
especímenes en frasco matador con acetato de etilo y
tapar. Dejar la muestra en el frasco por el lapso
aproximado de 15 minutos hasta la muerte de los
especímenes.
Trasladar a sobres de papel.
Coleópteros
Con pinzas entomológicas o a mano utilizando guantes
de látex y evitando la ruptura de la muestra.
Colocar en frascos herméticos
de vidrio o plástico con alcohol
70%. Realizar doble rótulo, uno
con papel vegetal escrito con
lápiz que se introduce en el
frasco y otro (tipo adhesivo)
que se pega al exterior del
recipiente.
6. Cría de material colectado, realización de cultivos
El procedimiento para el cultivo de larvas se realizará tomando el recipiente (frasco)
con la muestra a cultivar, observando el tamaño y número de individuos presentes.
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En caso de que en una misma muestra existan diferentes tamaños o morfoespecies
de larvas, se deberán realizar cultivos separados de acuerdo a la edad o el tipo.
Posteriormente, se cortará un trozo de papel aluminio acorde a la cantidad de carne
que se vaya a utilizar. El trozo de carne deberá ser proporcional al número y tamaño
de las larvas: por ejemplo, un corte de 5 x 5 x 1 cm resultaba adecuado para unas 20
o 30 larvas grandes. En caso de contar con mayor cantidad de individuos, incluso si
son pequeños, se debe considerar que necesitarán suficiente alimento hasta alcanzar
el estadio III, por lo que será necesario proporcionales más carne.
Una vez definida la porción, ésta se envuelve con papel aluminio, dejando una de las
caras abiertas para introducir las larvas. Luego, se colocará perlita u otro tipo de
sustrato en el recipiente hasta completar aproximadamente un cuarto de su volumen
y, sobre éste, se apoyará el paquete con carne en posición lateral.
A continuación, se retirará el voile del recipiente que contiene las larvas y, con ayuda
de pinzas, se trasladaron al interior del paquete. Durante este proceso es importante
contar o, al menos, estimar el número real de ejemplares. Posteriormente, el paquete
se cierra dejando una cara entreabierta y se cubre con voile, asegurándose con una
bandita elástica.
El rótulo original del frasco del que fueron tomadas las larvas debe transcribirse al
nuevo recipiente con el cultivo. En caso de preparar más de un cultivo con la misma
muestra, se repetirá la operación y se enumeran los recipientes de manera
consecutiva para su identificación.
Finalmente, todos los recipientes preparados se colocarán en los cuartos de cría,
donde las larvas continuarán su desarrollo bajo condiciones controladas,
manteniendo la temperatura lo más estable posible y evitando la exposición a
temperaturas extremas o a la luz solar directa.
7. Registro de datos
A. Volcado de datos a las planillas
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El volcado de datos a las planillas comenzará con la apertura de un archivo en el que
se registrarán, para cada fecha de muestreo, las temperaturas obtenidas, la humedad
relativa y las observaciones correspondientes. En ese mismo registro se incluirán las
anotaciones relacionadas con las condiciones del cuerpo y de la fauna observada,
prestando especial atención a los momentos en que se produzcan los cambios de
estadio.
De manera complementaria, en una carpeta rotulada con la fecha del muestreo se
almacenarán las fotografías tomadas durante la jornada, de modo que queden
organizadas y vinculadas con los datos de campo.
Una vez determinados los ejemplares colectados, se procederá a completar una
plantilla específica para cada uno de ellos. En esta se consignarán fecha y hora de
captura, los datos sistemáticos correspondientes (orden, familia, género o especie),
el estadio, el número de individuos, el rótulo del sobre, frasco o recipiente en que
fueron conservados, así como cualquier observación relevante.
En los casos en que en una misma muestra se presenten varios tamaños o morfoes-
pecies de larvas, se realizarán cultivos separados de acuerdo con la edad y tipo,
dejando constancia de ello en las planillas.
B. Identificación de la entomofauna cadavérica
La determinación taxonómica de lejemplares recolectados se realizará mediante el
uso de claves dicotómicas para los distintos niveles taxonómicos o se remitirá a la
colaboración de especialistas en los diferentes grupos.
Para la identificación de los coleópteros se usarán las siguientes claves:
Para Subórdenes: Ross (1968).
Para Familias: Ross (1968); Bousquet (1990); Ocampo y Ruiz Manzanos
(2008); Almeida y Mise (2009).
Para subfamilias: Solervicens (2008); Brunke et al. (2011); Vaz-De-Mello et
al. (2011).
Para las Tribus: Roig-Juñent y Domínguez (2001); Brunke et al. (2011).
Para Género y Especie: Vaz-De-Mello y Edmonds (2006); Díaz Martin y
Saloña-Bordas (2015); Almeida y Mise (2009); Aballay et al. (2016).
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Bibliografía citada
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Tecnolo-gía Nº 7, FCyT-UADER, Oro Verde.